Fizika | Fénytan, Optika » A mikroszkóp, fénymikroszkópos vizsgálatok

A MIKROSZKÓP. FÉNYMIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK A MIKROSZKÓP FELÉPÍTÉSE ÉS MŐKÖDÉSE Minden olyan optikai eszközt, amely arra szolgál, hogy a tiszta látás távolságán belül megnövelje a látószöget abból a célból, hogy a szabad szemmel nem látható részleteket az emberi szem számára láthatóvá tegye, nagyítónak nevezzük. A látószög az a szög, amely alatt a szemlélt tárgy szabad szemmel történı szemlélés esetén látszik. A mikroorganizmusok világának megismerésében alapvetı szerep jutott a mikroszkópnak. A mikroszkóp elıdje az egyetlen lencsébıl álló, rövid gyújtótávolságú nagyító (lupe), melynek segítségével Antonie van Leeuwenhoek holland kereskedı az 1670es évek végétıl már egysejtőek, hímivarsejtek, vörösvérsejtek megfigyelésérıl számol be, és a megfigyelt rendszerek igen jó ábrázolását is megadja. A mikroszkóp összetett nagyítórendszer, amely két győjtılencse-rendszer segítségével

kismérető tárgyak jelentısen nagyított, fordított állású látszólagos képét állítja elı. Történelmileg a csillagászati távcsıbıl alakult ki. Minden mikroszkóp értéke elsısorban a nagyításától és a felbontóképességétıl függ. A nagyítás mértéke a megfigyelt tárgy egyes részeinek lineáris növekedése, a felbontóképesség pedig az a szög, amely alatt két különálló pontot még külön-pontként érzékelünk. Az emberi szem felbontóképességének határa egy ívperc (1) A látószög a tárgynak szemünkhöz való közelítésével növelhetı, ennek azonban határt szab az a tény, hogy a tiszta látás távolságán (250 mm) belül szemünk már nem lát élesen. Ezért van szükség olyan optikai eszközre, amely a látószöget növeli. A mikroszkóp felbontóképességének meghatározása Ernst Karl Abbe német fizikus (1840-1905) nevéhez főzıdik. Bármilyen tökéletesen csiszolt lencse esetén is a fény hullámtermészete

miatt a lencse befogadónyílásán fényelhajlás lép fel, aminek következtében egy pontszerő tárgy képe nem pontszerő lesz, helyette egy kis fénylı korongot kapunk. Mivel ezek a kis korongok átfedik egymást, megakadályozzák, hogy tetszés szerinti finomságú struktúrát észlelni tudjunk. Az Abbe-törvény értelmében a felbontóképesség az alábbi képlettel számítható ki: λ d=0,61× n × sin α d: felbontóképesség λ: a tárgyat megvilágító fény hullámhossza n: a tárgy és a lencse közötti közeg törésmutatója a: a tárgyról az objektív frontlencséjébe még éppen bejutó fénysugár és az optikai tengely által bezárt szög (nyílásszög fele) A képlet alapján belátható, hogy adott megvilágítás esetén a felbontóképesség a numerikus apertúra (n*sin α) értékétıl függ. Minél nagyobb a numerikus apertúra, annál kisebb az a távolság, amely két, a szemünk által külön érzékelhetı pont között van. A numerikus

apertúra tehát növelhetı egyrészt a közeg törésmutatójának növelésével, másrészt a nyílásszög növelésével. Túlzott nagyítást eredményezı lencsekombinációknál a feloldóképesség nem javul, un. holt nagyítást kapunk * l. ábra: A mikroszkóp felépítése A fénymikroszkóp leglényegesebb része az optikai rendszer, amely az alábbi fıbb egységekbıl áll: • fényforrás • tükör • kondenzor • objektívek (tárgylencse-rendszerek) • okulárok (szemlencse-rendszerek) Az optikai rendszer hibátlan mőködését a mechanikai szerkezetek biztosítják: • állvány tárgyasztal • beállító rendszer (makro- és mikrocsavar) A mikroszkóp szerkezeti felépítését az 1. ábra mutatja be A fényforrás régebbi típusú mikroszkópoknál külsı, a modernebb változatoknál már a készülék talpába épített egység. A fényt egy egyenletesen sugárzó izzószál bocsátja ki Ennek képét a kollektorlencse (győjtılencse) a

kondenzorrekesz síkjába vetíti. A felesleges fény kizárásáról a kollektorrekesz gondoskodik. A fény színének és erejének szabályozására különbözı színszőrık, illetve homályos üveglap szolgál. Külsı megvilágítású mikroszkópok esetén a tükör a készülék alján van felszerelve. Belsı világítású mikroszkópokban be van építve. Kondenzor alkalmazása esetén síktükörrel, kondenzor nélkül pedig homorú győjtıtükörrel vetítik a fényt a preparátumra. A mikroszkóplámpa felépítését a 2. ábra mutatja be *2. ábra: A mikroszkóplámpa sematikus képe A kondenzorrekesz (írisz diafragma) a megvilágítási nyílásszög beállítására szolgál, ezáltal a tárgykontrasztot szabályozza. A teljesen nyitott kondenzorrekesz fényes, de kontraszt nélküli, míg a túlságosan zárt sötét, kontrasztos képet ad. A kondenzorlencse feladata, hogy a fényforrásból érkezı sugarakat a vizsgálandó tárgyra sőrítse. A kondenzor egy

fogasléc segítségével fel-le mozgatható. A mozgató apparátus segítségével érhetı el, hogy a kondenzor olyan távolságban legyen a tárgysíktól, amelyben az írisz diafragma képe a tárgysíkban jelenik meg. A kondenzorból érkezı, a vizsgált tárgyon áthaladó és megtörı fénysugarak az összetett nagyítórendszer elsı tagjába, az objektívbe (tárgylencse) kerülnek. A lencsék olyan lencsehibákkal rendelkezhetnek, amelyek leképezési hibákat okozhatnak. A két legfıbb lencsehiba a gömbi eltérés és a színi eltérés. A gömbi eltérés oka, hogy a kép közepét és perifériáját nem lehet egyszerre élesre állítani, mert az áthaladó fénysugarak gyújtópontja nem esik egybe. A gömbi eltérés diafragma beépítésével csökkenthetı A színi eltérés oka, hogy a különbözı hullámhosszú fénysugarak nem egyformán hajlanak el, gyújtópontjuk az optikai tengelyen nem esik egybe. Fehér fény használata esetén nem kapunk éles képet,

és a kép színes szegéllyel rendelkezik. A színeltérés csökkentése lencserendszerkombinációkkal történik Két szín korrekciója esetén - ezek a zöld és a sárga, amelyekre szemünk a legérzékenyebb - akromát lencsérıl beszélünk. Az objektíven ezt külön nem jelölik meg, mivel valamennyi ma gyártott jelöletlen lencse akromát. Három szín korrekciója esetén apokromát lencsérıl beszélünk, ezeket "apochromat" felirattal jelölik. A maradék színek hibája már nem számottevı. Ezeket a lencséket akkor használjuk, ha finom színes részletek megkülönböztetésére is szükség van. Az objektív frontlencséje és a tárgy közötti távolság - a szabad tárgytávolság,- a legnagyobb nagyítású tárgylencsék esetében a milliméter törtrésze, ezért a lencse védelmét úgy oldják meg, hogy az objektív egy rugó ellenében felfelé teleszkópszerően elmozdulhasson. Ily módon elkerülhetı a mikroszkóp beállításakor a

tárgylemezre való erıs rászorítás, ami a frontlencse sérüléséhez vezethet. A tárgylencsén a következı adatokat szokás feltüntetni: • Lineáris nagyítás Numerikus apertúra Tubushossz és az alkalmazható fedılemez vastagság Az objektívek maximális nagyítása 120-szoros szokott lenni. Ilyen lencsét csak immerzióval érdemes használni. Ebben az esetben az objektívet HI jelzéssel és/vagy az objektív alján körbefutó győrővel látják el (HI = homogén immerzió: az immerziós olaj törésmutatója megegyezik az üvegével, n=1,52). A fáziskontraszt objektívek jelölése: Ph vagy Phv. Az objektív a tárgyról elsıdleges valódi nagyított képet készít, amit a szemlencserendszer (okulár) nagyít tovább, és virtuális másodlagos képet hoz létre. A legelterjedtebb a Huygens féle okulár, amely egy kollektívlencsébıl és egy szemlencsébıl, valamint a kettı között. elhelyezett fényrekesztı győrőbıl áll Ez utóbbi a képet teszi

élesebbé A megfelelı módon kialakított kompenzációs okulárok az objektív színi hibáját javítják, továbbá a gömbi eltérést is csökkentik. A Huygens-okulárokat legfeljebb 20-szoros nagyításig késztik. A nagyítás mértékét az okuláron feltüntetik. A mikroszkóp összes nagyítását az objektív és az okulár nagyításának szorzata adja. A mikroszkóp nagyítási elvét a 3. ábra mutatja be *3. ábra: A közönséges fénymikroszkóp nagyításának sémája A mikroszkóp állvány súlyos, fémbıl készült állvány, amelynek feladata az optikai részek biztos, rezgésmentes rögzítése. A tárgyasztal tartja a preparátumot hordó tárgylemezt A tárgylemez rögzíthetı, és két csavarral a tárgyasztal felületével együtt egymásra merıleges két irányban elmozdítható. A mikroszkóp beállítása a kialakítástól függıen vagy a tárgyasztal, vagy a lencserendszert tartalmazó tubus optikai tengely vonalában történı mozgatásával - a

makro- és mikrocsavar segítségével - történik. Az objektívet és az okulárt rögzítı és összekötı tubus szabványosított hossza 160 mm. A tárgyasztal alatt, függıleges irányba mozgathatóan helyezkedik el a kondenzor. Külsı megvilágítás esetén a homorú-sík tükör szintén a mikroszkóp-állványhoz van rögzítve kardán függesztéssel. MIKROSZKÓPOS ELJÁRÁSOK 1. Közönséges fénymikroszkóp A bakteriológiai vizsgálatok során az esetek zömében immerziós objektívet használunk a lehetı legjobb felbontóképesség elérése céljából. Az immerziós objektív és a tárgy közé immerziós olajat (cédrusolaj) kell cseppenteni, amelynek a törésmutatója megegyezik az üvegével (homogén immerzió), így a feloldóképesség 0,2-0,4 µm lesz, ami az immerziós objektívvel használt mikroszkópot alkalmassá teszi a legkisebb mérető baktériumok vizsgálatára is. 2. Ferde megvilágítás A felbontóképesség nemcsak a törésmutató

növelésével, hanem ferde megvilágítással is elérhetı. Ennek célja, hogy a fénysugarak az optikai tengelyhez képest ferdén jussanak a tárgyra, aminek következtében a tárgyról kapott kép sokkal árnyaltabb, plasztikusabb lesz. Ferde megvilágítás hozható létre: • speciális kondenzorral a tükör excentrikus beállításával az apertúra írisz excentrikus beállításával a kondenzor keretébe helyezett excentrikus kör diafragmával 3. Sötét látóterő mikroszkóp A sötét látóterő mikroszkópban a tárgyat egy speciális paraboloid-kondenzorból érkezı fénysugarakkal világítjuk meg úgy, hogy a fénysugarak kívül, essenek az objektív nyílásszögén, így a látótér sötét marad. Az objektívbe csak azok a fénysugarak juthatnak be, amelyek a tárgy korpuszkuláris részecskéin törést szenvednek. Ily módon a sötét látótérben korpuszkuláris részek (pl. baktériumok) csillogó képet mutatnak (Tyndall-jelenség) A sötét

látóterő mikroszkóp kifejezetten alkalmas a baktériumok mozgásának vizsgálatára. 4. Fáziskontraszt-mikroszkóp Eltérı törésmutatójú közegeken áthaladva a fény fázisa megváltozik. Az emberi szem azonban a fáziskülönbséget nem képes érzékelni, csak az amplitúdó-különbséget, ezért a fáziskülönbségeket amplitúdó-különbségekké kell alakítani. Az erre a célra kifejlesztett fáziskontraszt-eljárás, amelynek elméleti megalapozásáért Zernike 1932-ben Nobel-díjat kapott, kiválóan alkalmas élı mikroorganizmusok és más sejtek szerkezetének vizsgálatára. Az eljárás a kondenzor elsı gyújtósíkjában beépített fázisblende és az objektív hátsó gyújtósíkjában beépített fázislemez segítségével alakítja át a fázisváltozást amplitúdó változássá. 5. Fluoreszcens mikroszkóp A mikroszkóp felbontóképességének javítása az Abbe-törvény értelmében a hullámhossz csökkentésével is elérhetı. Ebben az

esetben a tárgy megvilágítására ultraibolya fényt alkalmazunk. Mivel az, üveg igen jelentıs mértékben elnyeli az UV-sugarakat, a fluoreszcens mikroszkópban az optikai részeket kvarcból kell készíteni. Mivel szemünk az ultraibolya fényt nem érzékeli, ilyenkor a preparátumot. fluoreszkáló festékkel kell kezelni (pl. akridinoranzs, rodamin, fluoreszcein stb) A fluoreszcens festékkel megfestett baktériumok az UV-fénysugarakat. elnyelik, és azokat hosszabb, már a látható fény hullámtartományába esı sugarak formájában bocsátják ki, azaz fluoreszkálnak. A fluoreszcens mikroszkópia speciális formája az immunfluoreszcencial Ezt a módszert akkor alkalmazzuk, ha meghatározott antigénszerkezető baktériumot keresünk a preparátumban. Az immunfluoreszcens eljáráshoz a fluoreszkáló festéken kívül a keresett antigén ellen termelt ellenanyagot tartalmazó savóra is szükség van. A fluoreszcens festék a specifikus ellenanyaghoz van kötve.

A preparátumot ezzel a jelzett ellenanyaggal kell kezelni. Amennyiben a preparátum tartalmaz az ellenanyagnak megfelelı antigént, azzal összekapcsolódik és a mikroszkópban az antigén-ellenanyag komplex a fluoreszkálás révén kimutatható. 6. Polarizációs mikroszkóp A polarizált fény lehetıséget teremt a kettıs töréső (anizotróp) és a fényre nézve homogén (izotróp) anyagok egymástól való megkülönböztetésére. Mivel a sejtalkotórészek kettıstörése olyan finom szerkezetekben rejlik (mint pl. a mitotikus apparátus), amelyek a közönségek fénymikroszkóp felbontóképességénél kisebbek, a polarizációs mikroszkóp az ilyen ultrastruktúrák vizsgálatára alkalmas. A polarizációs mikroszkópban egy polarizációs szőrıt, vagy Nicol-prizmát építenek a kondenzor elé (polarizátor) és az okulár fölé (analizátor). Az utóbbi elforgatásával a sötét látótérben elıtőnnek a kettıs töréső részek. 7. Sztereo-binokuláris

mikroszkóp Olyan fénymikroszkóp, amely nem átesı, hanem visszavert fénnyel mőködik. Lényeges eltérés, hogy a vizsgált objektumot két, egymással szöget bezáró tárgylencsén keresztül vizsgáljuk, ezáltal plasztikus térbeli képet kapunk. A közönséges fénymikroszkóphoz képest azonban csak kisebb nagyítás érhetı el, mert a ferde objektívlencsék miatt viszonylag nagyobb szabad tárgytávolság szükséges. 8. Elektronmikroszkóp Az elektronmikroszkóp mőködési elvében nem különbözik a fénymikroszkóptól. Az elektronmikroszkópban a tárgy "megvilágítására" nagy sebességő elektronsugarakat használunk, amelyeket mágneses terek. segítségével irányítunk a vizsgálandó tárgyra A képalkotás a tárgy egyes részeinek eltérı sugártörı képességén alapul. A tárgyra irányított elektronsugarak az, áthaladás, elnyelıdés vagy visszaverıdés után egy lumineszkáló ernyın leképezhetık, vagy filmen rögzíthetık. Az

elektronmikroszkóp - bár a minta-elıkészítés hosszadalmas és igen bonyolult nagy elınye abban rejlik, hogy az elektronsugarak hullámhossza igen kicsi, így felbontóképessége lényegesen jobb a fénymikroszkópokénál, mintegy 0,005 nm, ami vírusok és sejtek ultrastruktúráinak, sıt egyes makromolekulák (pl. DNS) vizsgálatára is alkalmassá teszik. Az elektronmikroszkóp az elektronsugár irányát tekintve kétféle lehet A hagyományos, un. transzmissziós elektronmikroszkóp esetén az elektronnyaláb áthatol a vizsgálandó vékony rétegő mintán. Ezzel szemben a scanning, vagy pásztázó elektronmikroszkóp esetén a sugarak ferdén érkeznek a tárgyra, azt "letapogatják", és róla háromdimenziójú képet készítenek. MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK l. Natív készítmények vizsgálata A baktériumok morfológiai vizsgálata natív, vagy festett preparátumokon történik. A natív készítményekben élı festetlen mikroorganizmusok alaki

tulajdonságait és mozgását vizsgálhatjuk. 1.1 Élesztı és penészgombák sejtjeinek és szaporító-képleteinek tanulmányozása A penészgombák a fonalas gombák közé tartoznak. Ezekre jellemzı, hogy egy vagy, több megnyúlt sejtbıl álló, hosszabb-rövidebb fonalakat, un. hifákat képeznek A hifák a végükön lévı csúcssejtek osztódása révén növekednek. Elıfordul, hogy a csúcs alatti sejt is osztódni kezd, ekkor a hifák elágazóak lesznek. A hifák között vannak vegetatív fonalak, amelyek a tápanyag felszívására illetve a gombatelep rögzítésére szolgálnak, illetve reproduktív hifák, amelyeken a spórák képzıdnek. A fonalak szövedéke a vattaszerő gombatelep, a micélium. Az élesztıgombák nem spórákkal, hanem sarjadzással szaporodnak, és pszeudomicéliumokat képeznek. Telepeik a baktériumok telepeire emlékeztetnek *Penészek és élesztık képe GYAKORLAT Szükséges eszközök és anyagok: Mikroszkóp, tárgylemez,

fedılemez, pipetta, oltókacs Mikroorganizmusok: Saccharomyces cerevisiae Penicillium expansum A gyakorlat menete: A 96 %-os alkohollal megtisztított és Bunsen-égı lángjában leégetett tárgylemez felületére a Saccharomyces cerevisiae élesztıgomba tenyészetbıl elıre elkészített vizes szuszpenzióból egy cseppet kell cseppenteni, majd fedılemezzel buborékmentesen lefedni. (A fedılemezt élével a csepp széléhez kell állítani, és a kaccsal alátámasztva a tárgylemezre engedni. ) A preparátumot a mikroszkóp tárgyasztalán rögzítjük, majd a megfigyelést 10-szeres nagyítású objektívvel kezdjük. A pontos beállítás után térünk át nagyobb nagyítású objektívekre. A Penicillium expansum (penészgomba) vizes szuszpenzióját a fenti eljárással azonos módon kell megvizsgálni. Megfigyelések: 1.2 Élesztı-szuszpenzió sejt sőrőségének meghatározása Bürker-kamrás sejtszámlálással Az eredetileg vérsejtek számlálására kifejlesztett

kamra igen jól alkalmazható mikroorganizmusok, különösen élesztıgombák számának vizes szuszpenzióból történı meghatározására. A módszer lényege, hogy a kamra adott térfogatú, beosztott részeiben mikroszkóp segítségével a sejteket megszámolva egy szorzófaktor segítségével megadható a cm3-enkénti sejtszám. A Bürker-kamra kalibrált hálózatát a 3 ábra szemlélteti: *3. ábra: A Bürker-kamra kalibrált hálózatának rajza A kamra mélysége 0,1 mm, így attól függıen, hogy milyen négyzetekben illetve téglalapokban számoljuk meg a sejteket, különbözı szorzófaktorral számíthatjuk át azokat 1 cm3-re. Az átszámítási faktorokat az alábbi táblázat tartalmazza: Kamra Nagy négyzet Kis négyzet Téglalap Méret 0,2*0,2 0,05*0,05 0,2*0,05 Térfogat (mm3) 0,04*0,1 0,0025*0,1 0,01*0,1 Szorzófaktor 2,5*105 4*106 1*106 A kimutathatóság alsó határa 106 sejt/cm3. Nagyon sőrő szuszpenziók hígítással tehetık

számlálhatóvá. A számlált részecskék eloszlása statisztikailag a Poisson eloszlással jellemezhetı, ezért az átlagértékek becslésének relatív hibája csak úgy csökkenthetı 20 % alá, ha annyi négyzetet vagy téglalapot vonunk be a számlálásba, hogy a bennük lévı összes sejtek száma 300-500 körüli érték legyen. GYAKORLAT Szükséges anyagok és eszközök: Mikroszkóp, Bürker-kamra, szőrıpapír, pipetta Mikroorganizmus: Saccharomyces cerevisiae vizes szuszpenziója A gyakorlat menete: A Bürker-kamrát puha száraz ronggyal megtisztítjuk. A hálózat tisztítását nagyon óvatosan kell végezni. A fedılemez felhelyezése után a vizsgálandó szuszpenzióból egy-egy kis cseppet kell cseppenteni a fedılemez alsó és felsı széléhez. Mivel az élesztısejtek vizes szuszpenzióban gyorsan kiülepszenek, a felcseppentést alapos felrázás után kell elvégezni. Megvárjuk, míg a szuszpenzió egyenletesen beszívódik, majd a maradék folyadékot

szőrıpapírral felitatjuk ügyelve arra, hogy a fedılemez alól ne szívjuk ki a szuszpenziót. Mikroszkóp alatt, 20-szoros nagyítású objektívet használva számoljuk meg a sejteket mind az alsó, mind a felsı hálózatban. Egységesen olyan hálózatot válasszunk, amelyben legalább 15-20 sejt van. A határvonalon lévı sejteknél következetesen járjunk el Ügyeljünk arra, hogy a megszámlált összes sejtszám legalább 300 legyen. A számlálást követıen kiszámítjuk a sejtszám-átlagokat külön az alsó és a felsı hálózatra, majd e kettı átlagát szorozzuk a megfelelı szorzófaktorral. Eredmények: 1.3 Csillós baktériumok mozgásának vizsgálata függıcsepp-készítményben A baktériumok egy része aktív mozgásra képes, amely segítségével történik. A csillók csöves szerkezető, helikális fehérjékbıl felépülı sejtszervecskék. A baktériumok felületén található csillók száma és elhelyezkedése igen változatos. Ezek

lehetséges formáit mutatja be a 4. ábra *4. ábra: A csillós baktériumok formái (a: monotrich, b: amphitrich, c: lophotrich, d: amphilophotrich, e: peritrich) A baktériumok mozgásvizsgálatának egyik legegyszerőbb és leggyorsabb módszere a függıcsepp-készítmény. GYAKORLAT Szükséges eszközök és anyagok: mikroszkóp, vájt tárgylemez, fedılemez, oltókacs Mikroorganizmusok: Proteus vulgaris, esetleg Proteus mirabilis levestenyészete A gyakorlat menete: A függıcsepp fedılemezét megtisztítjuk, majd lelángolt oltókaccsal a levestenyészetbıl egy cseppet ráviszünk. A fedılemezt a cseppel lefelé a vájt tárgylemez vájata fölé helyezzük, majd mikroszkópban megvizsgáljuk. Ügyeljünk arra, hogy a baktériumok mozgásképességének megállapításánál a folyadékcseppben lévı esetleges áramlás vagy a Brown-féle mozgás ne tévesszen meg. A függıcsepp-készítmény felépítését a 6 ábra mutatja be. *6. ábra: Függıcsepp-készítmény

Megfigyelések: 2. Festett készítmények vizsgálata A mikroszkópos gyakorlatban a sejtek színe általában gyenge és mikroszkóppal vizsgálva nem feltőnı. A sejt plazmája és egyes struktúrái azonban a festéket felveszik, magukba sőrítik, ami egyrészt lehetıvé teszi a jobb megfigyelést, másrészt speciális festékeket alkalmazva különbözı citokémiai reakciók elvégzésére is alkalmas. A mikroszkópos gyakorlatban a mikroorganizmusok színezésére használt festékanyagok kémiai szempontból három fı csoportba sorolhatók. A bázikus színezıanyagok színes, un kromofor csoportja kation jellegő, ezáltal a sejtek savas karakterő alkotórészeihez, fıként a nukleotidokhoz kötıdnek. Ebbe a csoportba tartoznak a legelterjedtebben használt festékek, mint a metilénkék, a fukszin, a malachitzöld, a kristályibolya és a neutrálvörös A savas karakterő festékek kromofor csoportja anion jellegő, tehát a sejt bázikus karakterő anyagaihoz képes

kötıdni. Ebbe a csoportba tartozik pl az eozin A semleges karakterő festékek jellemzı tulajdonsága, hogy disszociációra nem hajlamosak, minden pHtartományban azonos mértékben festenek (pl. rhodamin B), A mikroorganizmusok sejtszerkezete elpusztulásuk után megváltozik, ezért törekedni kell arra, hogy úgy öljük el a sejteket, hogy minél kevesebb strukturális elváltozás történjen. Ezt a célt szolgálja a preparátum rögzítése, ami egyúttal biztosítja a sejtek megtapadását is a tárgylemezen. A rögzítési eljárások igen széles skálája áll a mikrobiológiai laboratóriumok rendelkezésére. Ezek közül a legegyszerőbb és leggyorsabb a hıvel való rögzítés, ami viszont durva változásokat idéz elı a sejtek ultrastruktúrájában, ezért finom ultracelluláris részletek vizsgálatakor alkalmazása nem célszerő. A teljes sejt vizsgálatához azonban kiválóan alkalmas. Minden mikrobiológiai morfológiai vizsgálat elıtt a

tárgylemezt tisztítani kell. E célból elıször 96 %-os alkohollal zsírtalanítjuk, majd száradás után a tárgylemezt Bunsen- égı lángja felett néhányszor áthúzzuk. Ezt követıen készítjük el a preparátumot (kenet, szuszpenzió), majd fixáljuk oly módon, hogy a tárgylemez alját néhányszor láng fölött óvatosan. áthúzzuk Fixáláskor a tárgylemez ne melegedjen 60-70 °C-nál magasabb hımérsékletre, mert a sejtek összezsugorodnak, és a preparátum értékelhetetlen lesz. A festéses módszerek között megkülönböztetünk egyszerő és összetett festéseket. Az egyszerő festések során egyetlen festékoldattal kezeljük a készítményt. A festés lehet pozitív vagy negatív attól függıen, hogy a sejtek, vagy a háttér festıdik. Az egyszerő festés speciális formái a polikróm festés, a mikroanalitikai festések és az indikáló festések. A polikróm festés során is egy festéket használunk, a készítményben azonban az egyes

alkotórészek más-más színőek lesznek. Ide sorolható pl a Bacillus anthracis (a lépfene kórokozója) festése karbolvizes toluidinkékkel, aminek hatására a baktérium burka rózsaszínre, a többi része pedig kékre festıdik. A mikroanalitikai festések a preparátum meghatározott részeinek illetve anyagainak kimutatására szolgálnak a festésre használt anyaggal történı színreakció révén (pl. keményítıszemcsék kimutatása) Az indikáló festések a készítmény vagy a készítmény egyes részleteinek redoxpotenciál, vagy pHviszonyairól, ad a kialakuló, színreakció alapján felvilágosítást. Az összetett festések során a preparátumot többféle festékoldattal kezeljük. Az összetett festés eredményeként a preparátum más-más részei eltérı festıdést mutatnak (Gram-festés, Ziehl-Neelsen-féle festés). Az összetett festések között kell megemlíteni a differenciáló festéseket, amelynek lényege, hogy egy adott mikroorganizmus

egyes sejtalkotói más-más színőre festıdnek (Bacillus cereus differenciáló spórafestése). 2.1 Egyszerő festési eljárások 2.11 Joghurtkultúra festése metilénkékkel A savanyított tejtermékeket pasztırözött tejbıl állítják elı savanyító kultúrával történı beoltás útján. A joghurtkultúra Streptococcus thermophilus és Lactobacillus bulgaricus szimbiózisban élı vegyestenyészetébıl áll. A kultúrában a gömb alakú streptococcusok és a pálcika alakú lactobacillusok aránya 1:1, esetleg 3:1. GYAKORLAT Szükséges anyagok és eszközök: Mikroszkóp immerziós objektívvel, tárgylemez, oltókacs, 96 és 33 %-os alkohol, Löfflerféle metilénkék, festıtál, immerziós olaj, xilol Mikroorganizmus: Joghurtkultúra (Streptococcus thermophilus és Lactobacillus bulgaricus vegyes tenyészete) A gyakorlat menete: A 96 %-os alkohollal letisztított, lelángolt tárgylemezre 1-2 kacsnyi joghurtkultúrát egyenletesen, vékony rétegben

felkenünk. A készítményt láng felett óvatosan rögzítjük Ügyeljünk rá, nehogy megégjen! Mivel a joghurtból készített kenet zsíros, azt zsírtalanítani kell, különben a festék lepereg róla. A preparátum zsírtalanítása festıtálca felett néhány csepp 33 %-os alkohollal történjen. A kenet száradása után cseppentsünk rá 1-2 csepp Löffler-féle metilénkéket, és 1 percig hagyjuk a készítményt festıdni. A festési idı eltelte ~után a festéket vízzel le kell öblíteni, a preparátumot szárítani. A száraz festett készítményre 1 csepp immerziós olajat kell cseppenteni, és immerziós objektívvel vizsgálni. A vizsgálat után az immerziós objektívet minden esetben xilollal meg kell tisztítani! Megfigyelések: 2.12 Vitális festés A vitális festés lényege az élı és holt sejtek megkülönböztetése, szükség esetén arányuk megállapítása. A festés azon az elven alapul, hogy híg festékoldatokból a holt sejtekbe lényegesen

több jut, mint az élı sejtekbe. Az élı sejtekbe bejutott festékek pedig a különbözı dehidrogenáz-enzimrendszerek hatására elszíntelenednek, így a holt sejtek megfestıdnek, az élı sejtek pedig színtelenek maradnak. GYAKORLAT Szükséges anyagok és eszközök: Mikroszkóp, tárgylemez, fedılemez, pipetta, híg metilénkék-oldat vitális festéshez, festıtál, szőrıpapírcsíkok, 60 °C-os vízfürdı, 96 %-os alkohol Mikroorganizmus: Saccharomyces cerevisiae vizes szuszpenziója A gyakorlat menete: A gondosan zsírtalanított, lelángolt tárgylemezre cseppentsünk 1 cseppet az élesztısejtek elıre elkészített szuszpenziójából, majd egy fedılemezzel fedjük le buborékmentesen. Ezt követıen cseppentsünk a fedılemez mellé 1 csepp híg metilénkék oldatot, és az ellentétes oldalról szőrıpapírcsíkkal szívassuk be alá. Vizsgáljuk a készítményt 40-szeres nagyítású objektívvel! Határozzuk meg az élı és a holt sejtek arányát!

Ismételjük meg a vizsgálatot 60 °C-os vízfürdıben 5 percen át hıkezelt élesztıszuszpenzióval! Értékelés: 2.2 Összetett festési eljárások 2.21 Gram-festés A Christian Gram dán orvos által 1884-ben kifejlesztett eljárás a mikrobiológiai gyakorlatban a legjelentısebb festésnek tekinthetı. Segítségével a baktériumok két fı csoportra, a Gram szerint festıdı (Gram-pozitív) és a Gram szerint nem festıdı (Gramnegatív) baktériumok csoportjára oszthatók. A Gram pozitív baktériumok a festés során megtartják az elsıdleges festés színét, míg a Gram-negatívak elvesztik azt. A különbség oka mind a mai napig nem tisztázódott egyértelmően, de valószínőleg a baktériumok sejtfalának eltérı kémiai szerkezetével magyarázható. A Gram-festésnek számos változata alakult ki, de az alapelv valamennyiben azonos: A baktériumokat elıször trifenil-metán típusú festékkel kristályibolya v. genciánibolya) kell kezelni, aminek

során minden baktérium ibolya színőre festıdik. Jód hatására jód-pararozanilin komplex képzıdik, ami 96 %-os alkohollal a Gram-negatív baktériumokból kivonható, a Gram-pozitívakból viszont nem. Az elszíntelenedett Gram-negatív baktériumokat az eredeti festéktıl eltérı színő kontrasztfestéssel (pl. fukszin, szafranin) kell láthatóvá tenni. Szükséges anyagok és eszközök: Mikroszkóp immerziós objektívvel, tárgylemez, oltókacs, 96-os alkohol, kristályibolya, vagy genciánibolya-oldat, Lugol-oldat, szafranin- vagy fukszin-oldat, festıtál, immerziós olaj, xilol 2.22 Ziehl-Neelsen festés A Ziehl-Neelsen festést eredetileg a sav- és alkoholálló baktériumok kimutatására használták. A sav- és alkoholálló mycobacteriumok (pl TBC-baktérium) sejtfalában mikolsavtartalmú glükolipidek és viaszok találhatók, ez az oka, hogy csak igen agresszív festési eljárásokkal festhetık meg. Az egyes Mycobacterium-fajok alkoholállóságában

lényeges különbségek mutatkoznak: az erısen sav- és alkoholálló patogén mycobacteriumok rubinpirosak, a kevésbé ellenálló szaprofita fajok pedig rózsaszínőre festıdnek. Akárcsak a mycobacteriumok, a bakteriális endospórák is sav- és alkoholállóak, csak agresszív festési eljárásokkal festhetık meg. A spórák festésére több eljárás létezik, köztük a Ziehl-Neelsen festés is kiválóan alkalmas rá. A festési eljárás lényege, hogy a festék a sejt vegetatív részeibıl híg savval vagy etanollal kimosható és más festékkel újrafesthetı. A Ziehl-Neelsen féle spórafestés során a spóra és a vegetatív sejt eltérı színő, ezért azt a festési eljárást a differenciáló festések közé soroljuk. Mikroorganizmusok: . Bacillus cereus és Pseudomonas fluorescens ferde agaros tenyészete Bacillus subtilis és Proteus mirabilis tenyészet. Bacillus subtilis és Escherichia coli tenyészet. A gyakorlat menete: A megfelelıen

elıkészített tárgylemezre 1 csepp vizet cseppentünk, majd ebben szuszpendálunk 1-1 kacsnyit a Bacillus cereus és a Pseudomonas fluorescens tenyészetekbıl. Alapos elkeverés, és a tárgylemezen minél vékonyabb rétegben történı szélesztés után a készítményt láng felett rögzítjük. Kihőlés után a festést az alábbi séma szerint végezzük: 1. Festés genciánibolya-oldattal 1 percen át 2. Vizes öblítés 3. Pácolás Lugol-oldattal 1 percen át 4. Vizes öblítés 5. Színtelenítés 96 %-os alkohollal 0,5 percen át 6. Vizes öblítés 7. Kontrasztfestés szafraninnal 1 percen át 8. Vizes öblítés, szárítás A készítményt immerziós objektívvel vizsgáljuk. Benne a Bacillus cereus baktériumok kék színő (Gram-pozitív), a Pseudomonas fluorescens sejtek pedig piros színő (Gram-negatív) pálcikaként mutatkoznak. A preparátum értékelésekor tekintettel kell lenni arra a tényre, hogy a festés eredménye függ a tenyészet korától is.

Gram-pozitív baktériumok idısebb tenyészete néha Gram-negatív jelleget mutathat. Megjegyzés: a gyakorlat során nagy körültekintéssel kell eljárni, mert a Bacillus cereus fakultatív patogén mikroorganizmus, a logaritmikus szaporodási fázisban hıstabil enterotoxint termel! Megfigyelések: GYAKORLAT Szükséges anyagok és eszközök: Mikroszkóp immerziós objektívvel, tárgylemez, oltókacs, 33 és 96 %-os alkohol, karbolfukszin (fenolos fukszin), metilénkék-oldat, festıtál, immerziós olaj, xilol Mikroorganizmusok: Clostridium butyricum 2 és 7 napos levestenyészete A gyakorlat menete: A megfelelıen elıkészített tárgylemezre a fiatal és az idıs tenyészetbıl 1-1 cseppet cseppentünk, majd oltókaccsal összekeverve vékony rétegben egyenletesen szélesztjük A preparátumot beszárítjuk és hıvel rögzítjük. Ezt követıen végezzük a festést az alábbiak szerint: 1. Festés karbolfukszin-oldattal melegítést követıen 5 percen át (a

melegítést Bunsenégı lángja felett gızölésig végezzük) 2. Színtelenítés 33 %-os alkohollal vagy 5 %-os kénsavval, esetleg ecetsavval 3. Vizes öblítés 4. Kontrasztfestés metilénkékkel 2 percen át (hidegen) 5. Vizes öblítés, szárítás A készítményt immerziós objektívvel vizsgáljuk. A Clostridium-fajok spórás alakjaira jellemzı, hogy a spóra átmérıje nagyobb a baktérium átmérıjénél. Aszerint, hogy a spóra a sejtben centrálisan vagy excentrikusan helyezıdik, beszélünk klostridium (orsó), vagy plektridium (teniszütı) alakról. A készítményben; a spórák pirosra, a vegetatív sejtek kékre festıdnek. Megfigyelések: 2.23 Bacillus cereus-differenciáló spórafestés Az alábbi festés, akárcsak a Ziehl-Neelsen féle spórafestés a differenciáló festések közé tartozik. Ezt az eljárást alkalmazva a Bacillus cereus sejtek jellegzetes festıdési képet mutatnak. GYAKORLAT (Bemutató) Szükséges anyagok és eszközök:

Mikroszkóp immerziós objektívvel, tárgylemez, oltókacs, 5 %-os vizes malachitzöld-oldat, 0,3 %-os alkoholos (70 %) szudánfekete-B-oldat, 0,5 %-os vizes szafranin-oldat, festıtál, immerziós olaj, xilol Mikroorganizmusok: Bacillus cereus 5 napos levestenyészete A gyakorlat menete: A tárgylemez zsírtalanítása után a levestenyészetbıl egy cseppet a tárgylemezre cseppentünk, egyenletesen szélesztjük, beszárítjuk, majd hıvel rögzítjük. A preparátumot az alábbi festési eljárásnak vetjük alá: 1. Festés malachitzöld-oldattal melegítés közben 2 percig 2. Vizes öblítés 3. Festés szudánfekete-B-oldattal 15 percig 4. Xilolos mosás 5. Kontrasztfestés vizes szafranin-oldattal 0,5 percig 6. Vizes öblítés, szárítás 7. Vizsgálat immerziós objektívvel A Bacillus cereus sejtek 4-5 x 1-1,5 µm nagyságúak, téglalap alakúak, általában láncot képeznek, bennük nagy mennyiségő feketére színezıdött intracelluláris zsír található. A

zöldre festıdı spórák centrálisan vagy szubterminálisan helyezıdnek, de a piros színőre festıdı sporangiumot sosem szélesítik ki